Centre de Documentation Campus Montignies
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Mardi : 8h-18h30
Mercredi 9h-16h30
Jeudi : 8h-18h30
Vendredi : 8h-16h30
Votre centre de documentation fermera à 17h30 ce mardi 4 juin.
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Caractérisation, modification et utilisation de lignées cellulaires cancéreuses, modèles de recherche contre le cancer / Ninon Ghys
Titre : Caractérisation, modification et utilisation de lignées cellulaires cancéreuses, modèles de recherche contre le cancer Type de document : TFE / Mémoire Auteurs : Ninon Ghys, Auteur ; Françoise Motte, Directeur de la recherche Editeur : Montignies-sur-Sambre : Helha. Paramédical - Biologie médicale Année de publication : 2023 Note générale : Le fichier numérique de ce document est disponible uniquement pour les membres de la Haute Ecole Louvain-en-Hainaut ainsi que ses étudiants. Veuillez-vous connecter pour accéder à votre compte lecteurLe fichier numérique de ce document est disponible uniquement pour les membres de la Haute Ecole Louvain-en-Hainaut ainsi que ses étudiants. Veuillez-vous connecter pour accéder à votre compte lecteur . Langues : Français (fre) Mots-clés : Centre de Recherche en Cancérologie de Marseille Index. décimale : TFE Bio Med TFE Biologie médicale Résumé : La leucémie myéloïde aigüe (LMA) est une forme sévère de cancer de type hémopathie maligne affectant les cellules hématopoïétiques de la moelle osseuse. Cette maladie est la plus fréquente des leucémies aigües de l’adulte avec une médiane d’âge de 68 ans. Le traitement initial repose sur de la chimiothérapie associée, dans certains cas, à une greffe de moelle osseuse. Ces traitements ont permis d’améliorer la survie des patients. Cependant, le
taux de rechute de cette pathologie reste important. Chez les patients de plus de 60 ans, la survie à 5 ans est de 40 à 50 %. Face à ces résultats, il est primordial de trouver de nouvelles approches thérapeutiques afin d’augmenter les chances de guérison.
Les lignées cellulaires cancéreuses sont des modèles utilisés dans le développement de médicaments anti-cancéreux. Ce sont des modèles simples, qui sont facilement cultivables et qui ont des caractéristiques précises et connues. Chaque lignée est issue d’un donneur et d’un type de cancer spécifique. Cependant, ces cellules ont une tendance à muter rapidement, peuvent être sujettes à des contaminations microbiennes, être mal identifiées et dans certains cas, des contaminations croisées de lignées ont lieu. Ces différents points impliquent un contrôle important de la qualité de ces cellules afin qu’elles restent fidèles à leurs caractéristiques de départ.
D’autre part, certaines techniques utilisées au laboratoire impliquent des modifications de ces cellules ou de certaines molécules pour les rendre détectables.
Ceci implique en amont de la recherche un suivi de la qualité et la création de ce matériel biologique et chimique spécifique.
Ce travail est composé de 3 volets.
Le premier est l’authentification de lignées cellulaires cancéreuses via un génotypage des courtes séquences d’ADN en tandem.
Le deuxième volet est axé sur l’obtention d’une lignée cellulaire bioluminescente détectable en temps réel in vivo et fluorescente via une transduction par un lentivirus. Afin de pouvoir utiliser cette nouvelle lignée dans le futur, les cellules sont triées et l’expression des gènes rapporteurs est suivie au cours du temps afin d’évaluer leur stabilité. Pour finir, des tests de cytotoxicité à des drogues de référence sont effectués sur la lignée modifiée et la lignée parentale afin de vérifier que la modification génétique ne modifie pas la réponse cellulaire.
Enfin, le dernier volet concerne l’utilisation d’une lignée cellulaire pour caractériser une molécule anti-cancéreuse. Cette dernière a été modifiée par une équipe du laboratoire pour la rendre détectable par cytométrie en flux et par microscopie optique. Cependant, l’ajout du groupement permettant cette application ne doit pas modifier l’effet de cette molécule.
Plusieurs tests in vitro et in vivo sont effectués afin de s’en assurer. Dans ce contexte, nous nous sommes chargés de tester l’activité des caspases -3/7 en comparant l’effet de la molécule de départ et de la molécule modifiée à différentes concentrations.Note de contenu : Table des matières
Présentation du lieu de stage ............................................................................................. 5
Introduction ....................................................................................................................... 6
1. Contexte théorique ..................................................................................................... 8
1.1 Le cancer.............................................................................................................................. 8
1.1.1 Le cancer, qu’est-ce que c’est ? ..........................................................................................8
1.1.2 Le cancer en quelques chiffres ...........................................................................................8
1.2.3 La leucémie .........................................................................................................................9
1.2.3 La leucémie myéloïde aigüe ..............................................................................................11
1.2 L’apoptose ......................................................................................................................... 16
2. Matériels et méthodes ................................................................................................ 19
2.1 Culture cellulaire ................................................................................................................ 19
2.1.1 Généralités ........................................................................................................................19
2.1.2 Décongélation ...................................................................................................................20
2.1.3 Passage et comptage de cellules ......................................................................................20
......................................................................................................................................................23
* ....................................................................................................................................................23
2.1.4 Congélation .......................................................................................................................23
2.1.5 Détection de mycoplasmes ...............................................................................................24
2.2 Authentification ................................................................................................................. 25
2.3 Transduction ..................................................................................................................... 30
2.4 Cytométrie en flux ............................................................................................................. 31
2.5 Imagerie par bioluminescence ........................................................................................... 34
2.6 Test de cytotoxicité ............................................................................................................ 37
2.7 Mesure de l’activité des caspases -3/7 ............................................................................... 40
3. Résultats et discussion ................................................................................................ 41
3.1 Authentification ................................................................................................................ 41
3.2 Création de la lignée MOLM-13 bioluminescente ............................................................... 45
3.2.1 Contrôle de la stabilité des gènes transduits ....................................................................48
3.2.2 Tests de cytotoxicité .........................................................................................................54
3.2.3 Perspectives ......................................................................................................................56
3.3 Comparaison de l’activité des caspases -3/7 induite par le Melphalan et le Melphalan click
sur les cellules HeLa .................................................................................................................. 57
4. Conclusion .................................................................................................................. 59
Bibliographie .................................................................................................................... 60
Annexes ........................................................................................................................... 64Permalink : ./index.php?lvl=notice_display&id=113432 Caractérisation, modification et utilisation de lignées cellulaires cancéreuses, modèles de recherche contre le cancer [TFE / Mémoire] / Ninon Ghys, Auteur ; Françoise Motte, Directeur de la recherche . - Montignies-sur-Sambre : Helha. Paramédical - Biologie médicale, 2023.
Le fichier numérique de ce document est disponible uniquement pour les membres de la Haute Ecole Louvain-en-Hainaut ainsi que ses étudiants. Veuillez-vous connecter pour accéder à votre compte lecteurLe fichier numérique de ce document est disponible uniquement pour les membres de la Haute Ecole Louvain-en-Hainaut ainsi que ses étudiants. Veuillez-vous connecter pour accéder à votre compte lecteur .
Langues : Français (fre)
Mots-clés : Centre de Recherche en Cancérologie de Marseille Index. décimale : TFE Bio Med TFE Biologie médicale Résumé : La leucémie myéloïde aigüe (LMA) est une forme sévère de cancer de type hémopathie maligne affectant les cellules hématopoïétiques de la moelle osseuse. Cette maladie est la plus fréquente des leucémies aigües de l’adulte avec une médiane d’âge de 68 ans. Le traitement initial repose sur de la chimiothérapie associée, dans certains cas, à une greffe de moelle osseuse. Ces traitements ont permis d’améliorer la survie des patients. Cependant, le
taux de rechute de cette pathologie reste important. Chez les patients de plus de 60 ans, la survie à 5 ans est de 40 à 50 %. Face à ces résultats, il est primordial de trouver de nouvelles approches thérapeutiques afin d’augmenter les chances de guérison.
Les lignées cellulaires cancéreuses sont des modèles utilisés dans le développement de médicaments anti-cancéreux. Ce sont des modèles simples, qui sont facilement cultivables et qui ont des caractéristiques précises et connues. Chaque lignée est issue d’un donneur et d’un type de cancer spécifique. Cependant, ces cellules ont une tendance à muter rapidement, peuvent être sujettes à des contaminations microbiennes, être mal identifiées et dans certains cas, des contaminations croisées de lignées ont lieu. Ces différents points impliquent un contrôle important de la qualité de ces cellules afin qu’elles restent fidèles à leurs caractéristiques de départ.
D’autre part, certaines techniques utilisées au laboratoire impliquent des modifications de ces cellules ou de certaines molécules pour les rendre détectables.
Ceci implique en amont de la recherche un suivi de la qualité et la création de ce matériel biologique et chimique spécifique.
Ce travail est composé de 3 volets.
Le premier est l’authentification de lignées cellulaires cancéreuses via un génotypage des courtes séquences d’ADN en tandem.
Le deuxième volet est axé sur l’obtention d’une lignée cellulaire bioluminescente détectable en temps réel in vivo et fluorescente via une transduction par un lentivirus. Afin de pouvoir utiliser cette nouvelle lignée dans le futur, les cellules sont triées et l’expression des gènes rapporteurs est suivie au cours du temps afin d’évaluer leur stabilité. Pour finir, des tests de cytotoxicité à des drogues de référence sont effectués sur la lignée modifiée et la lignée parentale afin de vérifier que la modification génétique ne modifie pas la réponse cellulaire.
Enfin, le dernier volet concerne l’utilisation d’une lignée cellulaire pour caractériser une molécule anti-cancéreuse. Cette dernière a été modifiée par une équipe du laboratoire pour la rendre détectable par cytométrie en flux et par microscopie optique. Cependant, l’ajout du groupement permettant cette application ne doit pas modifier l’effet de cette molécule.
Plusieurs tests in vitro et in vivo sont effectués afin de s’en assurer. Dans ce contexte, nous nous sommes chargés de tester l’activité des caspases -3/7 en comparant l’effet de la molécule de départ et de la molécule modifiée à différentes concentrations.Note de contenu : Table des matières
Présentation du lieu de stage ............................................................................................. 5
Introduction ....................................................................................................................... 6
1. Contexte théorique ..................................................................................................... 8
1.1 Le cancer.............................................................................................................................. 8
1.1.1 Le cancer, qu’est-ce que c’est ? ..........................................................................................8
1.1.2 Le cancer en quelques chiffres ...........................................................................................8
1.2.3 La leucémie .........................................................................................................................9
1.2.3 La leucémie myéloïde aigüe ..............................................................................................11
1.2 L’apoptose ......................................................................................................................... 16
2. Matériels et méthodes ................................................................................................ 19
2.1 Culture cellulaire ................................................................................................................ 19
2.1.1 Généralités ........................................................................................................................19
2.1.2 Décongélation ...................................................................................................................20
2.1.3 Passage et comptage de cellules ......................................................................................20
......................................................................................................................................................23
* ....................................................................................................................................................23
2.1.4 Congélation .......................................................................................................................23
2.1.5 Détection de mycoplasmes ...............................................................................................24
2.2 Authentification ................................................................................................................. 25
2.3 Transduction ..................................................................................................................... 30
2.4 Cytométrie en flux ............................................................................................................. 31
2.5 Imagerie par bioluminescence ........................................................................................... 34
2.6 Test de cytotoxicité ............................................................................................................ 37
2.7 Mesure de l’activité des caspases -3/7 ............................................................................... 40
3. Résultats et discussion ................................................................................................ 41
3.1 Authentification ................................................................................................................ 41
3.2 Création de la lignée MOLM-13 bioluminescente ............................................................... 45
3.2.1 Contrôle de la stabilité des gènes transduits ....................................................................48
3.2.2 Tests de cytotoxicité .........................................................................................................54
3.2.3 Perspectives ......................................................................................................................56
3.3 Comparaison de l’activité des caspases -3/7 induite par le Melphalan et le Melphalan click
sur les cellules HeLa .................................................................................................................. 57
4. Conclusion .................................................................................................................. 59
Bibliographie .................................................................................................................... 60
Annexes ........................................................................................................................... 64Permalink : ./index.php?lvl=notice_display&id=113432 Exemplaires
Cote Support Localisation Section Disponibilité aucun exemplaire Caractérisation moléculaire de la différenciation et du cycle cellulaire de Caulobacter crescentus en réponse à une carence en azote / Kelly COQUEREAU
Titre : Caractérisation moléculaire de la différenciation et du cycle cellulaire de Caulobacter crescentus en réponse à une carence en azote Type de document : TFE / Mémoire Auteurs : Kelly COQUEREAU, Auteur Année de publication : 2012 Note générale : Le fichier numérique de ce document est disponible uniquement pour les membres de la Haute Ecole Louvain-en-Hainaut ainsi que ses étudiants. Veuillez vous connecter pour accéder à votre compte lecteur Langues : Français (fre) Mots-clés : BIOLOGIE CLINIQUE , FUNDP NAMUR , MICROBIOLOGIE , BESOINS EN AZOTE , CARENCE EN AZOTE , CAULOBACTER CRESCENTUS , ALPHA PROTEOBACTERIE , CYCLE CELLULAIRE ET DIFFERENCIATION CELLULAIRE BIOLOGIE MOLECULAIRE / CELLULAIRE Index. décimale : TFE Bio Med TFE Biologie médicale Permalink : ./index.php?lvl=notice_display&id=65070 Caractérisation moléculaire de la différenciation et du cycle cellulaire de Caulobacter crescentus en réponse à une carence en azote [TFE / Mémoire] / Kelly COQUEREAU, Auteur . - 2012.
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Langues : Français (fre)Exemplaires
Cote Support Localisation Section Disponibilité aucun exemplaire Caractérisation moléculaire du Fusarium sp. sim. NRRL25622 et étude de sa production de fumonisine. / KARANTONIS Maria Mélina
Titre : Caractérisation moléculaire du Fusarium sp. sim. NRRL25622 et étude de sa production de fumonisine. Type de document : TFE / Mémoire Auteurs : KARANTONIS Maria Mélina, Année de publication : 2008 Note générale : Le fichier numérique de ce document est disponible uniquement pour les membres de la Haute Ecole Louvain-en-Hainaut ainsi que ses étudiants. Veuillez vous connecter pour accéder à votre compte lecteur Mots-clés : CHAMPIGNON FUSARIUM MYCOTOXINES FUMOSINES HPLC PCR FUSARIOSE DU MAÏS ARBRES PHYLOGENETIQUES Index. décimale : TFE Bio Med TFE Biologie médicale Permalink : ./index.php?lvl=notice_display&id=64432 Caractérisation moléculaire du Fusarium sp. sim. NRRL25622 et étude de sa production de fumonisine. [TFE / Mémoire] / KARANTONIS Maria Mélina, . - 2008.
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Mots-clés : CHAMPIGNON FUSARIUM MYCOTOXINES FUMOSINES HPLC PCR FUSARIOSE DU MAÏS ARBRES PHYLOGENETIQUES Index. décimale : TFE Bio Med TFE Biologie médicale Permalink : ./index.php?lvl=notice_display&id=64432 Exemplaires
Cote Support Localisation Section Disponibilité aucun exemplaire Caractérisation morphologique de l’effet de la Propolis sur une plaie cutanée chez le rat / Xavier Blecha
Titre : Caractérisation morphologique de l’effet de la Propolis sur une plaie cutanée chez le rat Type de document : TFE / Mémoire Auteurs : Xavier Blecha, Auteur ; Charles Nicaise, Directeur de la recherche Année de publication : 2017 Note générale : Le fichier numérique de ce document est disponible uniquement pour les membres de la Haute Ecole Louvain-en-Hainaut ainsi que ses étudiants. Veuillez vous connecter pour accéder à votre compte lecteur. Langues : Français (fre) Mots-clés : biologie médicale Université de Namur URPhym Unité de recherche en physiologie moléculaire propolis plaie rat peau cicatrisation cutanée lésion cutanée immunomarquage Index. décimale : TFE Bio Med TFE Biologie médicale Résumé : La peau est l’organe le plus superficiel du corps humain. Elle exerce plusieurs fonctions différentes et est composée de trois couches qui se superposent, l’épiderme, le derme et l’hypoderme. Le derme qui va nous intéresser dans ce travail est le tissu connectif de la peau, il est vascularisé et joue un rôle nutritif et de soutien. Il est composé de matrice extracellulaire qui contient les vaisseaux sanguins, les nerfs ainsi que les fibroblastes. Lorsque la peau est endommagée, celle-ci va se reformer dans un processus nommé cicatrisation. La cicatrisation est divisée en quatre phases : l’hémostase, la phase inflammatoire, la phase de prolifération et la phase de remodélisation. Lors de la cicatrisation, les fibroblastes et les myofibroblastes jouent un rôle important, ils vont sécréter le collagène et aider la cicatrice à se refermer. Dans ce travail, nous nous sommes intéressés à la repopulation du lit cellulaire par les fibroblastes et les myofibroblastes et l’effet qu’exercerait la Propolis sur cette repopulation. La Propolis est une substance produite par les abeilles qui possède un grand nombre de propriétés thérapeutiques.
Le but du travail est d’évaluer l’effet de la Propolis sur la cicatrisation cutanée et plus particulièrement sur la repopulation du lit cellulaire par les fibroblastes et les myofibroblastes. Diverses techniques histologiques ont été utilisées comme des colorations topographiques (Hémalun-Eosine-Safran, Trichrome de Masson vert et le Rouge Picrosirius) ainsi que des immunomarquages spécifiques des fibroblastes et des myofibroblastes. Les immunomarquages sont dirigés contre la vimentine, qui est un marqueur des fibroblastes et des myofibroblastes, contre l’α-SMA qui est un marqueur des myofibroblastes et contre Iba-1 qui est un marqueur des macrophages et va nous permettre d’avoir une idée du processus inflammatoire.
Les résultats obtenus nous montrent que l’application de Propolis accélère de quelques heures la fermeture de la cicatrice au niveau macroscopique, comparativement à l’excipient seul (Macrogol). Ceci pourrait être expliqué par le fait que la Propolis stimule l’apparition des myofibroblastes qui vont jouer un rôle important dans la fermeture de la lésion. La Propolis augmente aussi le nombre de cellules vimentines positives au jour 7, c’est-à-dire au jour au il y a le plus de différence au niveau macroscopique. La Propolis agit sur la sécrétion du collagène, en effet, les fibres de collagène de type I des peaux traitées avec de la Propolis « récupèrent » plus rapidement leur orientation et en accélérant leur sécrétion. Enfin, la Propolis n’a pas d’effet apparent sur l’inflammation car aucune différence a été relevée entre les peaux traitées avec de la Propolis et les peaux traitées avec du Macrogol.Note de contenu : Table des matières
Présentation du lieu de stage .................................................................................................................. 7
1. Introduction ..................................................................................................................................... 9
1.1 La peau .......................................................................................................................................... 9
1.1.1 L’épiderme ............................................................................................................................ 10
1.1.1.1 La couche basale ........................................................................................................ 10
1.1.1.2 La couche épineuse ................................................................................................... 11
1.1.1.3 La couche granuleuse .................................................................................................... 12
1.1.1.4 La couche cornée ........................................................................................................... 12
1.1.2 Le derme ............................................................................................................................... 13
1.1.2.1 Les fibroblastes .............................................................................................................. 13
1.1.2.2 Les myofibroblastes ....................................................................................................... 14
1.1.2.3 Le collagène ................................................................................................................... 15
1.2 La cicatrisation cutanée ............................................................................................................... 16
1.2.1. Généralités .......................................................................................................................... 16
1.2.2 L’hémostase .......................................................................................................................... 17
1.2.3 La phase inflammatoire ........................................................................................................ 19
1.2.4 La phase proliférative ........................................................................................................... 20
1.2.4.1 La réépithalisation ......................................................................................................... 20
1.2.4.2 La fibroplasie ................................................................................................................. 21
1.2.4.3 L’angiogenèse ................................................................................................................ 22
1.2.5 La phase de remodélisation ................................................................................................. 23
1.3 La Propolis ................................................................................................................................... 24
1.4. But du travail .............................................................................................................................. 25
2. Matériel et méthodes .................................................................................................................... 27
2.1 Animaux et modèle de lésion cutanée .................................................................................. 27
2.2. Histologie .................................................................................................................................... 28
2.2.1 Fixateur ................................................................................................................................. 28
2.2.2. Déshydratation et mise en paraffine des échantillons ........................................................ 28
2.2.3. Microtomisation et étalement des coupons sur lames ....................................................... 29
2.2.4. Coloration hématoxyline-éosine-safran (HES) .................................................................... 30
2.2.5. Coloration trichrome de Masson vert ................................................................................. 31
2.2.6. Coloration rouge picrosirius ................................................................................................ 32
2.2.4. Immunohistochimie ............................................................................................................ 33
2.2.7. Immunofluorescence ........................................................................................................... 36
3. Résultats ........................................................................................................................................ 39
3.1. Analyse macroscopique des plaies ............................................................................................. 39
3.2. Analyse microscopique des plaies .............................................................................................. 40
3.2.1. H.E.S ..................................................................................................................................... 40
3.2.2 Trichrome de Masson vert ................................................................................................... 43
3.2.3 Rouge picrosirius .................................................................................................................. 45
3.3. Immunomarquage de la vimentine ............................................................................................ 47
3.3.1. Révélation chromogénique ............................................................................................. 47
3.3.2 Quantification de la densité des cellules vimentine positive ........................................... 50
3.3.3. Immunofluorescence ....................................................................................................... 51
3.4. Immunomarquage de l’alpha SMA ......................................................................................... 51
3.4.1 Révélation chromogénique .............................................................................................. 51
3.4.2 Immunofluorescence ........................................................................................................ 54
3.5. Immunomarquage d’Iba 1 ...................................................................................................... 54
4. Discussion et perspectives ............................................................................................................ 57
Conclusion ............................................................................................................................................. 65
Liste des abréviations ............................................................................................................................ 67
Liste des figures ..................................................................................................................................... 69
Bibliographie.......................................................................................................................................... 71Permalink : ./index.php?lvl=notice_display&id=64855 Caractérisation morphologique de l’effet de la Propolis sur une plaie cutanée chez le rat [TFE / Mémoire] / Xavier Blecha, Auteur ; Charles Nicaise, Directeur de la recherche . - 2017.
Le fichier numérique de ce document est disponible uniquement pour les membres de la Haute Ecole Louvain-en-Hainaut ainsi que ses étudiants. Veuillez vous connecter pour accéder à votre compte lecteur.
Langues : Français (fre)
Mots-clés : biologie médicale Université de Namur URPhym Unité de recherche en physiologie moléculaire propolis plaie rat peau cicatrisation cutanée lésion cutanée immunomarquage Index. décimale : TFE Bio Med TFE Biologie médicale Résumé : La peau est l’organe le plus superficiel du corps humain. Elle exerce plusieurs fonctions différentes et est composée de trois couches qui se superposent, l’épiderme, le derme et l’hypoderme. Le derme qui va nous intéresser dans ce travail est le tissu connectif de la peau, il est vascularisé et joue un rôle nutritif et de soutien. Il est composé de matrice extracellulaire qui contient les vaisseaux sanguins, les nerfs ainsi que les fibroblastes. Lorsque la peau est endommagée, celle-ci va se reformer dans un processus nommé cicatrisation. La cicatrisation est divisée en quatre phases : l’hémostase, la phase inflammatoire, la phase de prolifération et la phase de remodélisation. Lors de la cicatrisation, les fibroblastes et les myofibroblastes jouent un rôle important, ils vont sécréter le collagène et aider la cicatrice à se refermer. Dans ce travail, nous nous sommes intéressés à la repopulation du lit cellulaire par les fibroblastes et les myofibroblastes et l’effet qu’exercerait la Propolis sur cette repopulation. La Propolis est une substance produite par les abeilles qui possède un grand nombre de propriétés thérapeutiques.
Le but du travail est d’évaluer l’effet de la Propolis sur la cicatrisation cutanée et plus particulièrement sur la repopulation du lit cellulaire par les fibroblastes et les myofibroblastes. Diverses techniques histologiques ont été utilisées comme des colorations topographiques (Hémalun-Eosine-Safran, Trichrome de Masson vert et le Rouge Picrosirius) ainsi que des immunomarquages spécifiques des fibroblastes et des myofibroblastes. Les immunomarquages sont dirigés contre la vimentine, qui est un marqueur des fibroblastes et des myofibroblastes, contre l’α-SMA qui est un marqueur des myofibroblastes et contre Iba-1 qui est un marqueur des macrophages et va nous permettre d’avoir une idée du processus inflammatoire.
Les résultats obtenus nous montrent que l’application de Propolis accélère de quelques heures la fermeture de la cicatrice au niveau macroscopique, comparativement à l’excipient seul (Macrogol). Ceci pourrait être expliqué par le fait que la Propolis stimule l’apparition des myofibroblastes qui vont jouer un rôle important dans la fermeture de la lésion. La Propolis augmente aussi le nombre de cellules vimentines positives au jour 7, c’est-à-dire au jour au il y a le plus de différence au niveau macroscopique. La Propolis agit sur la sécrétion du collagène, en effet, les fibres de collagène de type I des peaux traitées avec de la Propolis « récupèrent » plus rapidement leur orientation et en accélérant leur sécrétion. Enfin, la Propolis n’a pas d’effet apparent sur l’inflammation car aucune différence a été relevée entre les peaux traitées avec de la Propolis et les peaux traitées avec du Macrogol.Note de contenu : Table des matières
Présentation du lieu de stage .................................................................................................................. 7
1. Introduction ..................................................................................................................................... 9
1.1 La peau .......................................................................................................................................... 9
1.1.1 L’épiderme ............................................................................................................................ 10
1.1.1.1 La couche basale ........................................................................................................ 10
1.1.1.2 La couche épineuse ................................................................................................... 11
1.1.1.3 La couche granuleuse .................................................................................................... 12
1.1.1.4 La couche cornée ........................................................................................................... 12
1.1.2 Le derme ............................................................................................................................... 13
1.1.2.1 Les fibroblastes .............................................................................................................. 13
1.1.2.2 Les myofibroblastes ....................................................................................................... 14
1.1.2.3 Le collagène ................................................................................................................... 15
1.2 La cicatrisation cutanée ............................................................................................................... 16
1.2.1. Généralités .......................................................................................................................... 16
1.2.2 L’hémostase .......................................................................................................................... 17
1.2.3 La phase inflammatoire ........................................................................................................ 19
1.2.4 La phase proliférative ........................................................................................................... 20
1.2.4.1 La réépithalisation ......................................................................................................... 20
1.2.4.2 La fibroplasie ................................................................................................................. 21
1.2.4.3 L’angiogenèse ................................................................................................................ 22
1.2.5 La phase de remodélisation ................................................................................................. 23
1.3 La Propolis ................................................................................................................................... 24
1.4. But du travail .............................................................................................................................. 25
2. Matériel et méthodes .................................................................................................................... 27
2.1 Animaux et modèle de lésion cutanée .................................................................................. 27
2.2. Histologie .................................................................................................................................... 28
2.2.1 Fixateur ................................................................................................................................. 28
2.2.2. Déshydratation et mise en paraffine des échantillons ........................................................ 28
2.2.3. Microtomisation et étalement des coupons sur lames ....................................................... 29
2.2.4. Coloration hématoxyline-éosine-safran (HES) .................................................................... 30
2.2.5. Coloration trichrome de Masson vert ................................................................................. 31
2.2.6. Coloration rouge picrosirius ................................................................................................ 32
2.2.4. Immunohistochimie ............................................................................................................ 33
2.2.7. Immunofluorescence ........................................................................................................... 36
3. Résultats ........................................................................................................................................ 39
3.1. Analyse macroscopique des plaies ............................................................................................. 39
3.2. Analyse microscopique des plaies .............................................................................................. 40
3.2.1. H.E.S ..................................................................................................................................... 40
3.2.2 Trichrome de Masson vert ................................................................................................... 43
3.2.3 Rouge picrosirius .................................................................................................................. 45
3.3. Immunomarquage de la vimentine ............................................................................................ 47
3.3.1. Révélation chromogénique ............................................................................................. 47
3.3.2 Quantification de la densité des cellules vimentine positive ........................................... 50
3.3.3. Immunofluorescence ....................................................................................................... 51
3.4. Immunomarquage de l’alpha SMA ......................................................................................... 51
3.4.1 Révélation chromogénique .............................................................................................. 51
3.4.2 Immunofluorescence ........................................................................................................ 54
3.5. Immunomarquage d’Iba 1 ...................................................................................................... 54
4. Discussion et perspectives ............................................................................................................ 57
Conclusion ............................................................................................................................................. 65
Liste des abréviations ............................................................................................................................ 67
Liste des figures ..................................................................................................................................... 69
Bibliographie.......................................................................................................................................... 71Permalink : ./index.php?lvl=notice_display&id=64855 Exemplaires
Cote Support Localisation Section Disponibilité aucun exemplaire Caractérisation de plasmides d’Escherichia coli productrices de bêta-lactamase à spectre étendu provenant d’Afrique centrale / Sara BOUSSALAÂ
Titre : Caractérisation de plasmides d’Escherichia coli productrices de bêta-lactamase à spectre étendu provenant d’Afrique centrale Type de document : TFE / Mémoire Auteurs : Sara BOUSSALAÂ, Auteur ; M Irenge, Directeur de la recherche Année de publication : 2017 Note générale : Le fichier numérique de ce document est disponible uniquement pour les membres de la Haute Ecole Louvain-en-Hainaut ainsi que ses étudiants. Veuillez vous connecter pour accéder à votre compte lecteur. Langues : Français (fre) Mots-clés : biologie médicale UCL Woluwé St Lambert Centre de technologie moléculaire appliqué. Index. décimale : TFE Bio Med TFE Biologie médicale Note de contenu : TABLE DES MATIERES
Remerciements
Présentation du lieu de stage
Introduction générale ...................................................................................................................... 7
1. Contexte et principes de base à la compréhension de l’étude ............................................... 8
1.1. La problématique de la résistance des microorganismes aux antibiotiques .............. 8
1.2. Les bêta-lactamines ..................................................................................................... 9
1.3. Mécanisme d’action des bêta-lactamines ................................................................. 10
1.3.1. Pénétration dans la bactérie .............................................................................. 10
1.3.2. Activité antibactérienne ..................................................................................... 10
1.4. Mécanisme de résistance aux bêta-lactamines ........................................................ 12
1.4.1. Les bêta-lactamases ........................................................................................... 12
1.4.2. Les bêta-lactamases à spectre étendu (BLSE) .................................................... 13
1.4.3. Gènes de la résistance BLSE ............................................................................... 13
1.4.4. Mobilité de la résistance aux bêta-lactamines .................................................. 15
2. Présentation de la question de recherche ............................................................................. 16
3. Matériel et méthodes............................................................................................................. 17
3.1 Plan de travail ............................................................................................................ 17
3.2 Liste des bactéries et des transconjugants ................................................................ 18
3.3 Isolement des bactéries ............................................................................................. 19
3.4 Antibiogramme et test de double synergie ............................................................... 20
3.5 Test Indole et MR/VP ................................................................................................. 22
3.6 Extraction d’ADN chromosomique ............................................................................ 23
3.7 Extraction d’ADN plasmidique sur les transconjugants obtenus à partir des souches africaines. .............................................................................................................................. 25
3.8 Dosage de la concentration en ADN par Nanodrop .................................................. 28
3.9 Dosage de la concentration en ADN par Qubit ......................................................... 29
3.10 Restriction enzymatique ............................................................................................ 31
3.11 Estimation de la taille des plasmides après digestion enzymatique ......................... 32
3.12 PCR (A-tailing) ............................................................................................................ 33
3.13 Purification du produit PCR ....................................................................................... 35
3.14 Clonage (TA Cloning).................................................................................................. 35
3.15 Le séquençage des produits après restriction ........................................................... 39
3.16 Traitement des données obtenues après séquençage ............................................. 41
4. Résultats et discussion ........................................................................................................... 42
4.1. Isolement d’Enterobacteriaceae provenant d’Afrique sur gélose ............................ 42
4.2. Antibiogramme et test de double synergie ............................................................... 44
4.3. Test MR/VP et indole ................................................................................................. 47
4.4. Estimation de la taille des plasmides......................................................................... 48
4.5. Transformation de cellules compétentes .................................................................. 52
5
4.6. Migration des ADN plasmidiques recombinants après digestion par XhoI ............... 52
4.7. Séquençage des produits après digestion ................................................................. 53
Permalink : ./index.php?lvl=notice_display&id=65826 Caractérisation de plasmides d’Escherichia coli productrices de bêta-lactamase à spectre étendu provenant d’Afrique centrale [TFE / Mémoire] / Sara BOUSSALAÂ, Auteur ; M Irenge, Directeur de la recherche . - 2017.
Le fichier numérique de ce document est disponible uniquement pour les membres de la Haute Ecole Louvain-en-Hainaut ainsi que ses étudiants. Veuillez vous connecter pour accéder à votre compte lecteur.
Langues : Français (fre)
Mots-clés : biologie médicale UCL Woluwé St Lambert Centre de technologie moléculaire appliqué. Index. décimale : TFE Bio Med TFE Biologie médicale Note de contenu : TABLE DES MATIERES
Remerciements
Présentation du lieu de stage
Introduction générale ...................................................................................................................... 7
1. Contexte et principes de base à la compréhension de l’étude ............................................... 8
1.1. La problématique de la résistance des microorganismes aux antibiotiques .............. 8
1.2. Les bêta-lactamines ..................................................................................................... 9
1.3. Mécanisme d’action des bêta-lactamines ................................................................. 10
1.3.1. Pénétration dans la bactérie .............................................................................. 10
1.3.2. Activité antibactérienne ..................................................................................... 10
1.4. Mécanisme de résistance aux bêta-lactamines ........................................................ 12
1.4.1. Les bêta-lactamases ........................................................................................... 12
1.4.2. Les bêta-lactamases à spectre étendu (BLSE) .................................................... 13
1.4.3. Gènes de la résistance BLSE ............................................................................... 13
1.4.4. Mobilité de la résistance aux bêta-lactamines .................................................. 15
2. Présentation de la question de recherche ............................................................................. 16
3. Matériel et méthodes............................................................................................................. 17
3.1 Plan de travail ............................................................................................................ 17
3.2 Liste des bactéries et des transconjugants ................................................................ 18
3.3 Isolement des bactéries ............................................................................................. 19
3.4 Antibiogramme et test de double synergie ............................................................... 20
3.5 Test Indole et MR/VP ................................................................................................. 22
3.6 Extraction d’ADN chromosomique ............................................................................ 23
3.7 Extraction d’ADN plasmidique sur les transconjugants obtenus à partir des souches africaines. .............................................................................................................................. 25
3.8 Dosage de la concentration en ADN par Nanodrop .................................................. 28
3.9 Dosage de la concentration en ADN par Qubit ......................................................... 29
3.10 Restriction enzymatique ............................................................................................ 31
3.11 Estimation de la taille des plasmides après digestion enzymatique ......................... 32
3.12 PCR (A-tailing) ............................................................................................................ 33
3.13 Purification du produit PCR ....................................................................................... 35
3.14 Clonage (TA Cloning).................................................................................................. 35
3.15 Le séquençage des produits après restriction ........................................................... 39
3.16 Traitement des données obtenues après séquençage ............................................. 41
4. Résultats et discussion ........................................................................................................... 42
4.1. Isolement d’Enterobacteriaceae provenant d’Afrique sur gélose ............................ 42
4.2. Antibiogramme et test de double synergie ............................................................... 44
4.3. Test MR/VP et indole ................................................................................................. 47
4.4. Estimation de la taille des plasmides......................................................................... 48
4.5. Transformation de cellules compétentes .................................................................. 52
5
4.6. Migration des ADN plasmidiques recombinants après digestion par XhoI ............... 52
4.7. Séquençage des produits après digestion ................................................................. 53
Permalink : ./index.php?lvl=notice_display&id=65826 Exemplaires
Cote Support Localisation Section Disponibilité aucun exemplaire Caractérisation de pools de cellules souches dentaires en vue du développement de nouvelles procédures de régénération de la pulpe dentaire / SOPHIE LIGOT
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PermalinkCaractérisation de souches d'Escherichia coli productrices de bêta-lactamases provenant d'animaux de zoo / Julie HAGER
PermalinkCaractérisation du tissu produit par la culture 3D de kératinocytes en conditions immergées / HELENE DE BROUX
PermalinkCaractérisation du transcrit EGFL7/miR-126 dans un modèle de lymphome viro-induit chez le poulet / ELODIE DEBODT
PermalinkLes cellules souches pulpaires comme outil d’évaluation de la biocompatibilité de matériaux dentaires et de développement de nouvelles procédures de régénération pulpaire / AMANDINE POCHET
PermalinkCharacterization of a cell line, qualification, and comparison of automata to a manual method for cell counting / Jade Nichols
PermalinkComparaison de 2 tests immunochromatographiques commerciaux pour l'identification de carbapénémases chez les Entérobactéries / Anne-Sophie Berger
PermalinkComparaison de 4 milieux chromogènes permettant la détection des MRSA / BLAUWAERT Marine
PermalinkComparaison de l'acquisition et de la transmission de 2 souches du virus Y de la pomme de terre (PVY ntn et PVY o) par Myzus persicae / Marine JORDAENS
PermalinkComparaison de deux kits pour la détection du génome de Chlamydia trachomatis / Neisseria gonorrhoeae : Abbott RealTime CT/NG Assay et Seegene Allplex CT/NG/MG/TV Assay / Alperen Karacaoglan
PermalinkComparaison de deux techniques analytiques pour le dosage semi-quantitatif des anticorps neutralisants anti-SARS-CoV-2 : PRNT vs SVNT. / Anne-Yseult Boucher
PermalinkComparaison de différents produits décalcifiants dans le but d'améliorer la qualité des techniques de coloration / DELFORGE Roxane
PermalinkComparaison de l’électrophorèse de l’hémoglobine sur l’Hydrasys et le Capillarys de la firme SEBIA. / Laura Pistone Nascone
PermalinkComparaison des flux des prélèvements sanguins au laboratoire de l'hôpital Principal (Dakar, Sénégal) et au laboratoire du CHU de Mont-Godinne / OUVERTUS Adeline
PermalinkComparaison d'un kit immunochromatographique et d'une nouvelle technique d'amplification isotherme pour la recherche de Streptococcus pyogenes dans des frottis de gorge par rapport à la culture / Louise Ripet
PermalinkComparaison de kits pour la détection rapide de l’antigène du Streptocoque du groupe A et pour la détection rapide des antigènes du Rotavirus et de l’Adénovirus / Florent Bianchi
PermalinkComparaison de la méthode de diffusion sur gélose et la méthode des microdilutions ou Sensititre® pour la sensibilité des Bacilles Gram négatif au Céfidérocol. / Boris Joseph Nganwoua Wonkam
PermalinkComparaison de méthodes de détermination de sensibilité à la colistine chez les entérobactéries, les Pseudomonas et les Acinetobacter. / Yves Van Wijnsberghe
PermalinkCOMPARAISON DE METHODES DE DOSAGES SEROLOGIQUES (ELISA, FIXATION DU COMPLEMENT, TECHNIQUES AUTOMATISEES) POUR LA DETECTION DE LA ROUGEOLE, DES OREILLONS ET DE CHLAMYDIA PNEUMONIAE / MARIE VAN DEN BERGHE
PermalinkComparaison de méthodes de mise en évidence de l'hémoglobine foetale / Thomas VANHOREBEEK
PermalinkComparaison de méthodes pour la détection des anticorps IgM et IgG dirigés contre les borrelia dans le sérum et le LCR / Gaëlle Molle
PermalinkComparaison des performances de milieux chromogéniques pour la détection du Streptococcus agalactiae dans les prélèvements génitaux / BAIJOT Amélie
PermalinkComparaison de quatre milieux chromogènes et de deux bouillons sélectifs pour le dépistage du portage du Staphylococcus aureus résistant à la méthicilline / Anne SIBILLE
PermalinkComparaison des rendements d’extraction d’ADN par les kits MagAttract ® DNA Mini M48 (Quiagen), CrimePrep ® (Ademtech) et PrepFiler ® (Lifetechnologies) / CORALIE COLAUX
PermalinkComparaison de trois kits immuno-chromatographiques pour la recherche de sang occulte dans les selles par rapport à la technique Gaïac / Gwendoline Vassalo
PermalinkComparaison de trois lecteurs de galeries d identification / FRIH Nawel
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PermalinkContribution au développement de formulations à relargage progressif de sémiochimiques en tant que systèmes de contrôle biologique / KILINC Aïse
PermalinkContribution au développement d’un modèle in vitro d’une peau atopique / Hüda IBIS
PermalinkContribution à l'étude de molécules d'origine naturelle par diverses techniques chimiques / HELLEBOSCH Cédric
PermalinkContribution à l’étude des partenaires protéiques de DUX4 et DUX4c / Esmanur Balta
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